Etablierung eines humanisierten Mausmodells für Keloiderkrankungen nach der Migration von Immunzellen des Patienten zur Läsion: Patient

Experimentelle und molekulare Medizin (2023)Diesen Artikel zitieren

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Bei der Keloidstörung handelt es sich um eine abnormale fibroproliferative Reaktion, die in jedem Hautbereich auftreten kann und die Lebensqualität der betroffenen Personen beeinträchtigen kann. Um die Pathogenese zu untersuchen und eine Behandlungsstrategie zu entwickeln, ist ein präklinisches Tiermodell der Keloidstörung erforderlich. Allerdings kommt die Keloidstörung nur beim Menschen vor und die Entwicklung eines Tiermodells für die Keloidstörung ist äußerst problematisch. Wir haben das vom Patienten abgeleitete Keloid-Xenotransplantat (PDKX) entwickelt, ein humanisiertes Mausmodell, und es mit dem traditionellen Maus-Xenotransplantat-Modell (Transplantation nur von Keloidläsionen) verglichen. Um das PDKX-Modell zu etablieren, wurden periphere mononukleäre Zellen (PBMCs) von zehn Keloidpatienten oder fünf gesunden Kontrollpersonen in NOD/SCID/IL-2Rγnull-Mäuse injiziert und ihre Keloidläsionen nach der Transplantation von Immunzellen (Transplantation) auf den Rücken transplantiert von Keloidläsionen und KP-PBMCs oder HC-PBMCs). Vier Wochen nach der Operation wurde die transplantierte Keloidläsion einer histologischen Untersuchung unterzogen. Im Vergleich zum traditionellen Modell bildete sich am Rand der transplantierten Haut Neogewebe, und die Lymphozyteninfiltration und die Kollagensynthese waren im PDKX-Modell deutlich erhöht. Die Neogewebestellen ähnelten in mehrfacher Hinsicht den Randbereichen von Keloiden. Im Detail waren die Mengen an menschlichen Th17-Zellen, IL-17, HIF-1a und Chemokinen im Neogewebe des PDKX-Modells signifikant erhöht. Darüber hinaus war das Gewicht der Keloidläsion im PDKX-Modell signifikant erhöht, was auf die proinflammatorische Mikroumgebung der Keloidläsion zurückzuführen war. Wir haben bestätigt, dass unser vom Patienten abgeleitetes Keloid-Xenotransplantat-Modell (PDKX) die Keloidstörung nachahmt, indem es die In-vivo-Mikroumgebung rekapituliert. Dieses Modell wird zur Untersuchung zellulärer Mechanismen und therapeutischer Behandlungen von Keloiderkrankungen beitragen.

Obwohl Keloidläsionen gutartig sind, weisen sie ein aggressives und unkontrolliertes Wachstum und eine hohe Rezidivrate auf. Diese Läsionen können an jedem Hautbereich auftreten; Die am häufigsten betroffenen Stellen sind der vordere Brustkorb, die Schultern, der Rücken und das Ohrläppchen1. In den meisten Fällen gehen die betroffenen Stellen mit Schmerzen, Entstellungen und Juckreiz einher, die zu emotionalem Stress und anderen psychosozialen Symptomen führen können2.

Die Pathophysiologie der Keloidstörung ist unklar und wirksame Behandlungen, die kein Wiederauftreten auslösen, stehen nicht zur Verfügung. Die Ätiologie kann sowohl genetische als auch umweltbedingte Faktoren umfassen. Zytokine wie der transformierende Wachstumsfaktor (TGF), der insulinähnliche Wachstumsfaktor und der vaskuläre endotheliale Wachstumsfaktor werden im Keloidgewebe stark exprimiert3. Darüber hinaus sind durch chronische Entzündungen erzeugte proinflammatorische Zytokine mit pathologischen fibroproliferativen Reaktionen im Keloidgewebe verbunden4,5.

Um die Pathogenese der Keloidstörung zu untersuchen und eine Behandlungsstrategie zu entwickeln, ist ein präklinisches Tiermodell erforderlich. Allerdings treten Keloidläsionen nur beim Menschen auf und die Entwicklung von Tiermodellen ist problematisch. Um diese Schwierigkeit zu überwinden, wurde das Keloid-Xenotransplantat-Modell entwickelt, bei dem Keloidläsionen auf die Haut oder in eine subkutane Tasche einer immungeschwächten Maus transplantiert werden6. In diesem Modell blieb die transplantierte Keloidläsion mehrere Wochen bis Monate lebensfähig und zeigte Anzeichen von Angiogenese und Fibrose7,8; Dieses Modell wurde in der Keloidforschung umfassend angewendet9,10,11. Da Keloiden jedoch T- und B-Zellen fehlen, spiegelt die Mikroumgebung möglicherweise nicht den Entzündungsprozess der Keloiderkrankung wider.

Wir haben ein neues humanisiertes Mausmodell entwickelt, das als PDKX-Modell (Patient-Derived Keloid Xenograft) bekannt ist, und es mit dem Maus-Xenograft-Modell verglichen. Um das PDKX-Modell zu etablieren, wurden periphere mononukleäre Blutzellen (PBMCs) eines Keloidpatienten in NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG)-Mäuse injiziert und 4 Wochen nach der Immunzelltransplantation wurde Keloidgewebe auf den Rücken transplantiert. Vier Wochen nach der Operation wurde das transplantierte Keloidgewebe einer histologischen Analyse unterzogen.

Diese Studie wurde vom Institutional Review Board des Bucheon St. Mary's Hospital (HC18TESI0013) genehmigt. Keloidläsionen (n = 10) und PBMCs (n = 10) wurden von 10 Keloidpatienten erhalten, die sich einer Operation wegen Ohrkeloidläsionen unterzogen hatten. In dieser Studie wurden gesunde PBMCs (n = 5) von fünf gesunden Kontrollpersonen erhalten. Von allen Patienten wurde eine Einverständniserklärung gemäß den Grundsätzen der Deklaration von Helsinki eingeholt.

Acht Wochen alte männliche NSG-Mäuse wurden von Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME) gekauft. Alle experimentellen Verfahren wurden vom Department of Laboratory Animals, Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der School of Medicine der Katholischen Universität Korea genehmigt und entsprachen den Richtlinien der United States National Institutes of Health (Genehmigungsnummer: 2021). -0027-02).

PBMCs wurden aus dem Blut von fünf gesunden Kontrollpersonen und zehn Keloidpatienten gewonnen und NSG-Mäusen in einer Dosis von 3 × 106/Maus intraperitoneal injiziert. Zwei Wochen nach der Transplantation wurde eine Keloidläsion (0,5 cm3, 130–150 mg) in den Rücken unter dem Panniculus carnosus transplantiert. In der Kontrollgruppe wurden Keloidläsionen ohne präoperative PBMC-Transplantation transplantiert. Vier Wochen nach der Gewebetransplantation wurden die Mäuse eingeschläfert und die transplantierte menschliche Keloid-Hautläsion zur histologischen Untersuchung entfernt (Abb. 1a).

a Schematische Darstellung des humanisierten Mausmodells der Keloiderkrankung. PBMCs, die aus dem Blut von Keloidpatienten (KF, n = 10) und gesunden Kontrollpersonen (HC, n = 5) isoliert wurden, wurden intraperitoneal in NSG-Mäuse injiziert (3 × 106 Zellen pro Maus). Zwei Wochen später wurde die Keloidläsion in den Rücken der NSG-Maus transplantiert und vier Wochen lang beobachtet. b Periphere Blutproben der Mäuse wurden mittels Durchflusszytometrie auf die Transplantation menschlicher CD4+-T-Zellen untersucht. c und d Vier Wochen nach dem Xenotransplantat wurden die transplantierten Gewebe entnommen und Größe und Gewicht gemessen. Die Balkendiagramme stammen aus drei unabhängigen Experimenten; bedeutet ± SDs. **p < 0,01.

Vor der Transplantation und 4 Wochen nach der Hautgewebetransplantation wurden die transplantierten Transplantate herausgeschnitten und einer morphologischen Analyse sowie einer Gewichts- und Größenmessung mit einer elektronischen Mikrowaage und einem Lineal unterzogen.

Um die Transplantation menschlicher Immunzellen in Mäuseblut zu bestätigen, wurde eine Durchflusszytometrie durchgeführt. Um die Transplantation menschlicher CD4-T-Zellen zu bestätigen, wurden mononukleäre Zellen im Blut von Mäusen mit menschlichem Anti-CD4-PeCy7 (Kat.-Nr. 300511; Biolegend, San Diego, CA) gefärbt. Vier Wochen nach der Gewebetransplantation wurden IL-17-exprimierende humane CD4+ T-Zellen (Th17) im Vollblut von Mäusen analysiert. Mononukleäre Zellen im Blut von Mäusen wurden mit menschlichem Anti-CD4 und IL-17-PE (12-7179-42; eBioscience, San Diego, CA) gefärbt. Vor der intrazellulären Färbung wurden die Zellen 4 Stunden lang mit Phorbolmyristatacetat (25 ng/ml) und Ionomycin (250 ng/ml) in Gegenwart von GolgiStop (554715; BD Biosciences, San Jose, CA) stimuliert. Die intrazelluläre Färbung wurde mit einem BD Cytofix/Cytoperm Plus Fixation/Permeabilization Kit und einem BD Golgistop Kit (554715; BD Biosciences) durchgeführt. Die Durchflusszytometrie wurde mit einem CytoFLEX-Durchflusszytometer (Beckman Coulter, Brea, CA) durchgeführt und die Daten wurden mit der FlowJo-Software (Tree Star, Ashland, OR) analysiert.

Explantiertes Gewebe wurde histologischen Analysen unterzogen, um Entzündung und Kollagendichte zu bewerten.

Die transplantierten Gewebe wurden herausgeschnitten und 24 Stunden lang in 4 % neutral gepuffertem Formalin fixiert, in Paraffin eingebettet und in einer Dicke von 5 µm geschnitten. Die Gewebeträger wurden entparaffiniert und mit Hämatoxylin und Eosin (H&E) gefärbt. Die Masson-Trichrom-Färbung (MT) wurde durchgeführt, um die Kollagenablagerung mit einem Masson-Trichrom-Färbekit (PolySciences, Inc., Warrington, PA) zu untersuchen12,13. Der Entzündung in H&E-gefärbten Gewebeschnitten wurde eine Ordnungszahl von 0 bis 3 für die Infiltration mononukleärer Zellen zugewiesen (Grad 0: keine; Grad 1: leicht; Grad 2: mäßig; und Grad 3: schwer). Kollagen in Massons Trichrom-gefärbten Schnitten wurde mit der ImageJ-Software quantifiziert.

Die Gewebeschnitte wurden bei 4 °C mit den folgenden primären monoklonalen Antikörpern inkubiert: Anti-HIF-1α (MA1-516; Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA), Anti-IL-17 (MAB3171-100; R&D Systems, Minneapolis, MN), Anti-CD4 (ab133616; Abcam, Cambridge, UK), Anti-IL-4 (PA5-25165; Thermo Fisher Scientific), Anti-SDF-1 (ab9797; Abcam), Anti-CCL2 (ab9669; Abcam) , Anti-CCL3 (PA5-47000; Thermo Fisher Scientific), Anti-CXCL9 (ab9720; Abcam), Anti-TGFβ (ab170874; Abcam) und Anti-COL1A1 (PA5-50938; Thermo Fisher Scientific). Anschließend wurden die Schnitte Meerrettichperoxidase-gekoppelten Ziegen-Sekundärantikörpern ausgesetzt, die an Dextran konjugiert waren (Dako, Glostrup, Dänemark). Das Neogewebe der Schnitte wurde mittels DAB+-Chromogen sichtbar gemacht. Pro Hautgewebeprobe wurden drei Objektträger gefärbt; Proben wurden in Abständen von ≥500 µm entnommen. Die immungefärbten Schnitte wurden mit einem Fotomikroskop (Olympus, Tokio, Japan) untersucht. Der DAB-positive Bereich wurde durch Farbentfaltung mit der NIH ImageJ-Software analysiert.

Die Konzentrationen von CD4, IL-17, IL-4, pSTAT3 (y705), CXCR3 und Prokollagen wurden mittels konfokaler Mikroskopie analysiert. In Paraffin eingebettete Schnitte wurden 30 Minuten lang mit 10 % normalem Ziegenserum inkubiert und mit Anti-CD4 (AF-379-NA; R&D Systems), Anti-IL-17 (MAB3171-100; R&D Systems), Anti-IL- 4 (PA5-25165; Thermo Fisher Scientific), Anti-pSTAT3 (y705) (ab76315; Abcam), Anti-CXCR3 (SC-133087; Santa Cruz Biotechnology, Dallas, TX) und Anti-Prokollagen (ab64409; Abcam) Antikörper . Anschließend wurden die Proben mit Anti-Ziegen-IgG-FITC (SC-2024; Santa Cruz Biotechnology), Anti-Maus-IgG1-Alexa Fluor 555 (A21127; Invitrogen, Waltham, MA) und Anti-Kaninchen-IgG-PE ( 4050-09; Southern Biotech, Birmingham, AL), Anti-Kaninchen-IgG-APC (A-10931; Invitrogen), Anti-Maus-IgG-Alexa Fluor 647 (1031-31; Southern Biotech) und Anti-Ratten-IgG- Mit Alexa Fluor 488 (A-11006; Invitrogen) konjugierte Sekundärantikörper. Die Kerne wurden mit DAPI (D3571; Thermo Fisher Scientific) gefärbt. Die Schnitte wurden mit einem konfokalen Mikroskop (LSM 700; Carl Zeiss, Oberkochen, Deutschland) sichtbar gemacht; Der Kolokalisierungsbereich und die Intensität wurden mit der ZEN 2009-Software (Carl Zeiss) analysiert.

Die Ergebnisse werden als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) dargestellt. Die Daten wurden mithilfe des Student-T-Tests oder des Mann-Whitney-U-Tests mit der Prism 5-Software (GraphPad, La Jolla, CA) analysiert. p < 0,05 (zweiseitig) wurde als Hinweis auf die Signifikanz angesehen.

Wir haben ein vom Patienten abgeleitetes PDKX-Modell erstellt, wie im Abschnitt „Materialien und Methoden“ beschrieben (Abb. 1a). Zwei Wochen nach der Injektion von Immunzellen von Keloidpatienten oder gesunden Kontrollpersonen in NSG-Mäuse untersuchten wir die Transplantationsraten menschlicher CD4-T-Zellen. Im Blut von Empfängermäusen wurden vom Menschen stammende CD4+-T-Zellen identifiziert. In beiden PDKX-Modellmodellen, denen PBMCs von Keloidpatienten (KP) und gesunden Kontrollpersonen (HC) injiziert wurden, wurden CD4+-T-Zellen gut transplantiert. Allerdings war die Menge an transplantierten CD4+-T-Zellen in den KP-PBMC- und HC-PBMC-Gruppen unterschiedlich (Abb. 1b). Vier Wochen nach der Gewebetransplantation wurden Größe und Gewicht des transplantierten Gewebes analysiert, und das transplantierte Gewebe war in der Gruppe, der KP-PBMC (9,5 ± 5 mg) injiziert worden war, signifikant größer als in der Gruppe, der HC-PBMC (3,3 ± 2,3 mg) injiziert worden war. injizierte Gruppe (Abb. 1c und d).

Wir fanden die Bildung von Neogewebe entlang des Randes des transplantierten Hautgewebes in den Gruppen KP PBMC und HC PBMC. Interessanterweise zeigte das Neogewebe der transplantierten Haut die häufigste Infiltration und Fibrose entzündlicher Zellen in der KP-PBMC-Gruppe. Die transplantierten Gewebe in der KP PBMC PDKX-Modellgruppe wiesen eine erhöhte Kollagendichte und Kollagenbündelgrößen auf (Abb. 2a). Die Anzahl der CD4+IL-17+-T-Zellen war in KP-PBMCs und Mäusen mit Keloidläsionen signifikant erhöht (Abb. 2b). Wir haben bestätigt, dass die Bildung von Neogewebe am Rand der transplantierten Haut und die Kollagensynthese in unserem PDKX-Modell deutlich erhöht waren.

a Repräsentative Bilder von transplantierten Keloidläsionen, gefärbt mit H&E und MT. Es werden Entzündungswerte und integrierte Dichten angezeigt. b Mononukleäre Zellen aus humanisiertem Mäuseblut, gefärbt mit menschlichem CD4-PeCy7 und menschlichem IL-17-PE. Dargestellt ist die Häufigkeit menschlicher CD4+IL-17+ T-Zellen. Die Balkendiagramme stammen aus drei unabhängigen Experimenten; bedeutet ± SDs. *p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,001.

Die IL-17-Expression in T-Zellen ist bei Keloidpatienten und im Übergangsbereich von Keloidläsionen erhöht. Die IL-17-STAT3-HIF-1α-Achse ist an einer fehlerhaften Homöostase und einer erhöhten Fibrose in dermalen Fibroblasten beteiligt, was IL-17/Th17-Zellen mit der Keloiderkrankung in Verbindung bringt14. IL-4 und IL-17 fördern Entzündungen und Fibrose bei systemischer Sklerose, Lungenerkrankungen und Leberzirrhose15,16,17. Daher untersuchten wir Zytokin-exprimierende Immunzellen in Keloidläsionen, denen KP-PBMCs transplantiert wurden. Die Anzahl der Zellen, die menschliches IL-4, IL-17 und HIF1-α exprimieren, war im Perigraft-Bereich erhöht (Abb. 3a). Die Anzahl der CD4+IL-17+ T-Zellen war in KP-PBMCs und Mäusen, denen Keloidläsionen transplantiert worden waren, signifikant erhöht. Die Anzahl der pSTAT3705-positiven CD4-T-Zellen und CXCR3-positiven CD4-T-Zellen war im Perigraft-Bereich in der KP-PBMC-Gruppe im Vergleich zu den HC-PBMC- und Kontrollgruppen signifikant erhöht (Abb. 3b). Daher war die Infiltration von Th17-Zellen in unserem PDKX-Modell deutlich erhöht.

a Sechs Wochen nach der Induktion humanisierter Mäuse wurden die transplantierten Keloidläsionen geerntet und von IHC unter Verwendung von Antikörpern gegen menschliches HIF-1α, CD4, IL-4 und IL-17 analysiert. Repräsentative IHC-Bilder (obere Felder) und Grafiken (untere Felder). b Die entnommenen Gewebe wurden auf CD4 (FITC), IL-17 (PE), pSTAT3y705 (PE), CXCR3 (weiß) oder DAPI (blau) gefärbt. Repräsentative konfokale Bilder (obere Felder) und Grafiken (untere Felder). Originalvergrößerung: 400-fach; Maßstabsbalken, 100 μm. Balken stellen positive Zellzahlen pro Hochleistungsfeld (HPF) dar; bedeutet ± SDs. *p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,001.

Die SDF-1-Expression ist im Keloidrandbereich deutlich erhöht, was die Rekrutierung von Th17-Zellen verstärkt5. Wir fanden heraus, dass die SDF-1-, CCL2-, CCL3- und CXCL9-Expression im Perigraft-Bereich in der KP-PBMC-Gruppe signifikant erhöht war (Abb. 4a und b). Chemokine fördern Entzündungen und Fibrose bei Keloiderkrankungen18. Aktivierte Fibroblasten und Endothelzellen setzen CCL2 frei, rekrutieren dadurch Monozyten und induzieren die Produktion extrazellulärer Matrix. Der CCL3-Spiegel ist im Plasma von Keloidpatienten erhöht19. Rekrutierte Monozyten produzieren auch andere Chemokine wie CXCL9 und fördern so die Infiltration von CXCR3-exprimierenden Th17-Zellen20. Daher tragen erhöhte Konzentrationen von SDF-1- und CC-Chemokinen zur Integrität von Keloidläsionen bei und fördern die Fibrose.

a und b Sechs Wochen nach der Induktion humanisierter Mäuse wurden die transplantierten Gewebe geerntet und von IHC unter Verwendung von Antikörpern gegen menschliches SDF-1 CCL2, CCL3 und CXCL9 analysiert. Repräsentative IHC-Bilder und Grafiken. Originalvergrößerung: 400-fach; Maßstabsbalken, 100 μm. Balken sind positive Zellzahlen pro HPF; bedeutet ± SDs. *p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,001.

Prokollagen wird von Fibroblasten synthetisiert und zu Kollagenfibrillen zusammengesetzt21. TGF-β und Kollagen Typ I Alpha 1 (COL1A1) sind Mediatoren der Fibrose bei Keloidpatienten22,23. Die Prokollagen-, TGF-β- und COL1A1-Expression war in der KP-PBMC-Gruppe signifikant erhöht (Abb. 5a und b). Daher spiegelt unser PDKX-Modell chronische Entzündungen genau wider und ermöglicht das Wachstum von Keloidgewebe in vivo.

Sechs Wochen nach der Einführung humanisierter Mäuse wurden die transplantierten Gewebe geerntet und mittels konfokaler Mikroskopie und IHC analysiert. a Die Gewebe wurden auf Prokollagen (FITC) und DAPI (blau) gefärbt. Es werden repräsentative konfokale Bilder (obere Felder) und Diagramme von Bereichen der Prokollagen- und DAPI-Kolokalisation (untere Felder) gezeigt. b Die TGF-β- und COL1A1-Spiegel wurden von IHC bewertet. Repräsentative IHC-Bilder (obere Felder) und Grafiken (untere Felder). Originalvergrößerung: 400-fach; Maßstabsbalken, 100 μm. Balken sind positive Zellzahlen pro HPF; Mittelwert ± SD. *p < 0,05; **p < 0,01.

Es gibt keine einheitliche Hypothese, die die Keloidbildung angemessen erklärt; Daher umfassen die derzeit verfügbaren Behandlungen eine chirurgische Entfernung und eine intraläsionale Steroidbehandlung, diese Behandlungen führen jedoch häufig zu Rezidiven24. Um neue Behandlungsmethoden zu entwickeln, sind umfassendere Einblicke in die molekulare Pathogenese der Keloidstörung erforderlich. Da sich Keloidläsionen jedoch nur beim Menschen entwickeln, wurden in früheren Studien exzidierte Keloidläsionen oder Fibroblasten verwendet25.

In In-vivo-Transplantationsmodellen werden wegen des Risikos einer Abstoßung immundefiziente Tiere (z. B. athymische Mäuse) oder eine immunprivilegierte Stelle (z. B. die Backentasche eines Hamsters) verwendet6,24. Shetlar6,7 beschrieb die Implantation von Keloidläsionen in das Unterhautgewebe athymischer Mäuse, und das implantierte Gewebe behielt seine Integrität über mehr als 240 Tage ohne Abstoßung bei. Nachfolgende Keloidforschung wurde mit ähnlichen Tiermodellen durchgeführt8,10,26.

Diese Modelle rekapitulieren jedoch nicht die Mikroumgebung der Krankheit. Der Entzündungsgrad und die Eigenschaften der Fibroblasten können je nach Läsion unterschiedlich sein. Beispielsweise sind die Lymphozyteninfiltration und die Expression proinflammatorischer Zytokine (IL-17, IL-1β, IL-6 und Tumornekrosefaktor-α) im Keloidrandbereich (Wachstumsrand) im Vergleich zu den intraläsionalen oder extraläsionalen Bereichen (um den Normalbereich) erhöht Haut)5. Keloidfibroblasten von Keloidrandstellen zeigen in vitro eine höhere Kollagen-I- und III-Expression als solche von intraläsionalen oder extraläsionalen Stellen, und die parakrinen Wirkungen von Entzündungszellen auf Keloidfibroblasten tragen zum Fortschreiten der Krankheit bei27,28. Um chronische Entzündungen bei Keloiderkrankungen widerzuspiegeln, muss daher die Interaktion zwischen Keloidfibroblasten und Immunzellen modelliert werden.

In dieser Studie injizierten wir NSG-Mäusen T-Zellen zwei Wochen vor der Implantation von Keloidläsionen. Da menschliche T-Zellen in immungeschwächte Mäuse injiziert wurden, konnte sich innerhalb von 4–8 Wochen eine tödliche xenogene Graft-versus-Host-Krankheit (GVHD) entwickeln29. Der NSG-Maus fehlen die Klassen I und II des Haupthistokompatibilitätskomplexes (MHC), was den Versuchszeitraum verlängert30. In einem vorläufigen Experiment überlebten die Mäuse bis zu 12 Wochen ohne GVHD, und eine fluoreszenzaktivierte Zellsortierungsanalyse zeigte eine erfolgreiche Transplantation von T-Zellen innerhalb von 4 Wochen. Wir beobachteten, dass die Menge an transplantierten CD4+ T-Zellen in der KP-PBMC-Gruppe signifikant erhöht war. Es wurde berichtet, dass chimäre menschliche T-Zellen in einem humanisierten SKID-Modell den Phänotyp reifer Gedächtniszellen aufweisen31. Darüber hinaus ist im Narbengewebe von Keloidpatienten eine abnormale Infiltration von Gedächtnis-T-Zellen vorhanden32.

In unserem PDKX-Modell bildete sich am Rand der transplantierten Haut Neogewebe, und die Lymphozyteninfiltration und die Kollagensynthese waren deutlich erhöht. Das Neogewebe ähnelte in mehrfacher Hinsicht dem Keloidrandbereich von Keloiden. Erstens war die SDF-1- und IL-17-Expression signifikant erhöht. Shin et al.33 berichteten über eine starke Infiltration von SDF-1α + Myofibroblasten in Keloidränder, die mit einer erhöhten Rekrutierung von CXCR4-exprimierenden Immunzellen und CXCR4-exprimierenden Fibrozyten verbunden war. Darüber hinaus war die IL-17- und SDF-1-Expression im Keloidrandbereich deutlich erhöht, wodurch SDF-1 hochreguliert und die Rekrutierung von Th17-Zellen weiter gesteigert wurde, was zu einer positiven Rückkopplungsschleife und übermäßiger Fibrose führte5.

Kürzlich wurde berichtet, dass Typ-3-Immunität (IL-17/Th17) mit fortschreitender Keloidstörung verbunden ist und dass IL-17/Th17 durch STAT3/HIF-1α Entzündungen und Fibrose in Keloidfibroblasten induziert5,34,35.

Darüber hinaus ist die entzündliche, nischengesteuerte IL-17/IL-6-Achse mit der Aneignung eines tumorähnlichen Stammzellphänotyps durch von Keloiden abgeleitete Vorläuferzellen verbunden36. Daher ist IL-17 wichtig für die Pathogenese von Keloiden. Allerdings war die SDF-1- und IL-17-Expression im Perigraft-Bereich der Kontrollgruppe niedrig, wohingegen die Th17-Zellinfiltration und die SDF-1-Expression in unserem PDKX-Modell signifikant erhöht waren.

Zweitens war die Expression von CC-Chemokinen im Neogewebe im PDKX-Modell signifikant erhöht. CCL2 stimuliert die Kollagenexpression durch Fibroblasten und ist an Nierenfibrose, ischämischer Kardiomyopathie, Arteriosklerose und Pankreatitis beteiligt37,38,39. Berichten zufolge ist die CCL2- und CCR2-Expression im Keloidgewebe verstärkt, was die Proliferation von Fibroblasten erhöht18. Darüber hinaus waren die CCL3-, CCL4-, G-CSF- und GM-CSF-Spiegel im Plasma von Keloidpatienten im Vergleich zu gesunden Kontrollpersonen signifikant erhöht, was auf entzündliche Zytokine bei der Bildung von Keloidläsionen schließen lässt19. In dieser Studie war die CCL2- und CCL3-Expression in den Perigraft- und Intragraft-Bereichen signifikant erhöht, was zur Integrität der Keloidläsionen beitrug und die Fibrose verstärkte. Monozyten-Chemokine wie CXCL9 fördern die Infiltration von CXCR3-exprimierenden Th17-Zellen20.

Da es sich bei der Keloidstörung um eine chronische fibroproliferative Erkrankung handelt, ist der Erhalt oder das Wachstum von Narbengewebe in vivo wichtig. Kischer et al. 8,40 zeigten, dass die Größe der Keloidläsionen nach der Implantation auf dem Rücken einer athymischen Nacktmaus abnahm (Steigung −0,736) und das Volumen der Keloidläsionen nach 67 Tagen um die Hälfte abnahm. Waki et al. 9 berichteten, dass die Transplantate vier Wochen nach der Implantation schnell wuchsen und danach an Größe abnahmen. In dieser Studie veränderte sich das Gewicht der Keloidläsionen nicht signifikant, stieg jedoch in der Keloid + KP-PBMC-Gruppe signifikant an (~1,5-fach). Diese proinflammatorische Mikroumgebung ist wahrscheinlich für die Zunahme des Transplantatgewichts verantwortlich. Darüber hinaus wurde die allogene Immunantwort nicht als besorgniserregend angesehen, da sich herausstellte, dass die Entzündungsreaktion in der Gruppe mit normalen PBMCs (periphere mononukleäre Blutzellen) nicht signifikant höher war als in der Patienten-PBMC-Gruppe.

Zusammenfassend spiegelt unser PDKX-Modell chronische Entzündungen in Keloidläsionen wider und ermöglicht deren Wachstum in vivo. Dieses Modell wird zur Keloidforschung beitragen, indem es die In-vivo-Mikroumgebung nachbildet.

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Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss der National Research Foundation of Korea (NRF) der koreanischen Regierung (MSIT) (Nr. 2020R1F1A1075541) und einen Zuschuss des Korea Health Technology R&D Project des Korea Health Industry Development Institute (KHIDI) unterstützt des Ministeriums für Gesundheit und Soziales der Republik Korea (Fördernummer: HV22C0069) und ein Zuschuss des Korea Health Technology R&D Project durch das Korea Health Industry Development Institute (KHIDI), finanziert vom Ministerium für Gesundheit und Soziales der Republik Korea ( Fördernummer HI20C1496).

Diese Autoren haben gleichermaßen beigetragen: A Ram Lee, Seon-Yeong Lee.

Diese Autoren haben diese Arbeit gemeinsam betreut: Jung Ho Lee, Mi-La Cho.

Labor für translationale Immunmedizin, Katholisches Forschungsinstitut für medizinische Wissenschaft, College of Medicine, College of Medicine, The Catholic University of Korea, Seoul, Südkorea

A Ram Lee, Seon-Yeong Lee, Jeong Won Choi, In Gyu Um, Hyun Sik Na und Mi-La Cho

Abteilung für Biomedizin und Gesundheitswissenschaften, Medizinische Fakultät, Katholische Universität Korea, Seoul, Südkorea

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Das Rheuma-Forschungszentrum, das Katholische Forschungsinstitut für medizinische Wissenschaft, das College of Medicine, die Katholische Universität von Korea, Seoul, Südkorea

A Ram Lee, Seon-Yeong Lee, Jeong Won Choi, In Gyu Um, Hyun Sik Na und Mi-La Cho

Abteilung für Plastische und Rekonstruktive Chirurgie, Medizinische Fakultät, Katholische Universität Korea, Seoul, Südkorea

Jung Ho Lee

Abteilung für medizinische Biowissenschaften, College of Medicine, The Catholic University of Korea, 222, Banpo-daero, Seocho-gu, Seoul, 06591, Südkorea

Mi-La Cho

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ARM, JWC, JHL und M.-LC haben die Experimente entworfen und die Daten analysiert. ARM, S.-YL, JHL und M.-LC haben das Manuskript geschrieben. Die In-vitro-Experimente wurden von ARM und JWC durchgeführt, und IGUJWC, HSN und IGU führten die IHC-Experimente durch. Alle Autoren haben die endgültige Fassung des Manuskripts kritisch geprüft und genehmigt.

Korrespondenz mit Jung Ho Lee oder Mi-La Cho.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Lee, AR, Lee, SY., Choi, JW et al. Etablierung eines humanisierten Mausmodells für Keloiderkrankungen nach der Migration von Immunzellen des Patienten zur Läsion: Modell des vom Patienten abgeleiteten Keloid-Xenotransplantats (PDKX). Exp Mol Med (2023). https://doi.org/10.1038/s12276-023-01045-6

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Eingegangen: 04. November 2022

Angenommen: 24. April 2023

Veröffentlicht: 01. August 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s12276-023-01045-6

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